INSEMINACIÓN
ARTIFICIAL EN GATOS
Autorer:
Fausto Andrés Fúnez; Celia
Sanchez, Pablo Pereira
Congreso
Internacional de
Reproduccion. Barcelona
2000
SUMMARY:We
detail the experiences of
attended reproduction
developed in the cat to
apply them to the Iberian
Lynx.We explain the
collection, valuation and
conservation of the sperm,
the induction of the estro
and ovulation in the female
and finally, the laparoscopy
insemination with different
variants in the cat
INTRODUCCIÓN
El
inicio de los trabajos sobre
reproducción asistida en
gato doméstico, en el
Parque Nacional de Doñana
se debió a la necesidad de
desarrollar técnicas
aplicables a la conservación
del Lince ibérico (Lynx
pardinus), especie
emblemática del Parque, y
de la Conservación de la
Naturaleza en España.
El
Lince ibérico es una
especie endémica de la Península
Ibérica, y ha sido
catalogado recientemente por
la Unión Internacional para
la Conservación de la
Naturaleza, como el felino
mas amenazado del mundo. Sus
efectivos poblacionales, se
estiman en la actualidad
entre 600 y 800 ejemplares,
y la tendencia a disminuir
de forma acelerada, se
mantiene.
Entre
las medidas que se han ido
planteando y asumiendo para
frenar su declive, en 1.991
se acordó iniciar un Plan
Experimental de Cría en
Cautividad, para lo cual se
construyeron instalaciones
específicas en la finca
“El Acebuche”,
colindante con el Parque
Nacional.
La
planificación de los
trabajos a realizar en este
Centro de Cría en
Cautividad, se orientó en
dos líneas a desarrollar de
forma paralela: reproducción
natural y reproducción
asistida.
Es
bien conocido que la
reproducción asistida en
felinos es compleja, y en
general poco rentable, y que
en ningún caso puede,
actualmente,
sustituir a la
reproducción natural, pero
dadas la situación de la
especie, y en especial la
necesidad de poder contar
con la dotación genética
del mayor número de
animales posible, y de poder
asegurar los cruzamientos
mas ventajosos, se decidió
iniciar una línea de
trabajo en estas técnicas.
Se
admite de forma general (y
algunos datos parciales
apoyan esta idea), que la
población actual de Lince
ibérico, debido a su
fragmentación y escaso número,
ha perdido buena parte de su
diversidad genética
original. Mantener una
reserva en cautividad de
animales en número
suficiente para asegurar que
no se siga perdiendo,
resultaría
extraordinariamente caro, y
lejos de las posibilidades
del Centro de Cría actual
(la cifra óptima de
animales superaría los 100
individuos). Para paliar
este problema, se planteó
la creación de un banco de
recursos genómicos
(gametos, embriones y células
vivas), de forma que puedan
estar representados en esta
“reserva” un número de
ejemplares muy superior al
de animales cautivos.
Se
prevé que, en el futuro,
los criterios genéticos
habrán de ser determinantes
para elegir los
emparejamientos adecuados.
Sin embargo, los
conocimientos adquiridos
hasta la fecha sobre
animales cautivos, apoyados
por los resultados de
recientes investigaciones,
sugieren que, al menos en
situaciones de alta
densidad, los Linces tienden
a ser monógamos, y eligen
su pareja según en función
de criterios individuales
que probablemente sea
imposible manejar. Esto, sin
duda traerá como
consecuencia que con
frecuencia no será posible
conseguir de forma natural
los emparejamientos que
previamente se hayan
seleccionado según
criterios genéticos, y para
obtener los resultados
esperados, será necesario
recurrir a la reproducción
asistida.
Una
vez decidido iniciar esta línea
de trabajo, que queda pues,
plenamente justificada, se
optó por empezar a trabajar
sobre gato doméstico, con
el fin de ensayar y poner a
punto las técnicas
precisas, y entrenar al
personal del Centro, para su
posterior aplicación sobre
Lince ibérico.
Tras
varias visitas a Zoológicos
y Centros de Reproducción
en Estados Unidos, se decidió
seguir inicialmente los
protocolos desarrollados en
el Conservation &
Research Center (National
Zoo & Smithsonian
Institution) para otras
especies de felinos
silvestres.
Dado
que la finalidad de estos
trabajos ha sido siempre su
posterior aplicación al
Lince, se desecharon a
priori métodos que, aunque
pueden aplicarse en
ocasiones sobre gato doméstico
(extracción de semen con
vagina artificial,
inseminación por vía
vaginal sin anestesia), no
podrían evidentemente
aplicarse a un felino
salvaje, de la talla del
Lince ibérico. Por ello se
ha optado, por ejemplo,
por la extracción de
semen mediante
electroeyaculación, por un
determinado protocolo de
inducción del estro (que
requiere únicamente dos
administraciones de hormonas
exógenas), o por la
inseminación mediante técnicas
invasivas. También se ha
tenido en cuenta que con
frecuencia no será posible
hacer coincidir las
extracciones de semen con el
momento exacto en que se
disponga de una hembra apta
para ser inseminada, pese a
que realizando inducción
hormonal del celo y la
ovulación, éste momento sí
puede ser predeterminado.
Esto será especialmente
frecuente a la hora de
emplear semen de ejemplares
salvajes, a los que se les
extraerá en el momento de
su captura, que nunca puede
predecirse. Por tanto, se
han desarrollado también
los métodos de
criopreservación y
descongelación de esperma,
sobre gato doméstico.
Existen
dos aspectos fundamentales,
cuyo conocimiento resultará
de vital importancia para la
aplicación de la reproducción
asistida en Lince ibérico,
y sobre los que, aunque se
ha empezado a trabajar,
todavía no existe información
suficiente. Estos dos
aspectos son:
1)
Estacionalidad en la
espermiogénesis en machos.
2)
Características del ciclo
ovárico en hembras.
Sobre
el primero, algunos datos
parciales obtenidos
fundamentalmente sobre cadáveres
recientes, parecen orientar
hacia una estacionalidad
relativamente larga en la
producción de
espermatozoides, que
coincidiría con los últimos
y los primeros meses del año,
periodo de celo de esta
especie. Sin embargo, el
hecho de que se conozcan
partos en prácticamente
cualquier mes del año,
sugiere que o bien la
estacionalidad no es muy
estricta, o bien la
presencia de una hembra en
estro estimula la espermiogénesis
en el macho que la acompaña.
En
cuanto al segundo, se
encuentra en marcha un
estudio del ciclo ovárico
de las hembras, basado en la
detección de los niveles
del esteroides fecales. Para
ello, y durante un periodo
de 14 meses, se han recogido
diariamente muestras de
heces de 3 de las hembras
cautivas, y se han enviado a
analizar al laboratorio del
CRC, para determinar los
niveles de estradiol y
progesterona. El primero de
ellos para determinar el
momento o momentos en que se
produce el estro, y la
segunda para determinar sus
niveles basales, ya que al
no tener por el momento
machos en el Centro de Cría,
es imposible obtener
gestaciones y por tanto
determinar los niveles de
progesterona durante la preñez.
Los
resultados parciales de que
se dispone, no permiten
sacar conclusiones todavía,
y será necesario esperar a
disponer de los análisis de
la totalidad de las
muestras. Sin embargo, hasta
el momento han permitido
comprobar que la actividad
ovárica parece mantenerse
con normalidad pese a que
las hembras no muestren
signos externos de celo. De
hecho, éstos, que son
especialmente llamativos, sólo
se observaron en los años
1.993, 1.994 y 1.995,
mientras en el Centro hubo
un macho, muy viejo y
lamentablemente estéril, y
no han vuelto a registrarse
tras la muerte de este
animal.
RECOGIDA,
VALORACIÓN Y CONSERVACIÓN
DEL ESPERMA
EXTRACCIÓN
DE ESPERMA
La
extracción de esperma se
realiza mediante
electroeyaculación, bajo
anestesia profunda. Para
prevenir la contaminación
urinaria del esperma, el
animal es mantenido en ayuno
de agua las 24 horas
anteriores (además del
ayuno preanestésico); una
vez bajo anestesia, si la
vejiga no se encuentra vacía,
se trata de hacerlo mediante
masaje.
Aunque
no se dispone de información
acerca de la utilidad de
gran número de agentes, sí
se conoce que algunos
sedantes pueden relajar la
musculatura que rodea la
uretra, y pueden provocar así
contaminación de la muestra
con orina durante la
electroeyaculación; tienen
este efecto, por ejemplo, la
xilazina, el diazepam, y la
acepromacina. Aunque existen
dudas, parece también que
el isofluorano produce
relajación de esfínteres.
Nosotros utilizamos la
mezcla tiletamina-dolazepam
(Zoletil®), que une un buen
funcionamiento en
electroeyaculaciones, a un
alto grado de seguridad en
la mayoría de las especies
felinas.
Aunque
se dispone de un
electroeyaculador comercial,
habitualmente se utiliza
otro de fabricación propia,
que por una parte permite
programar con exactitud la
duración de los impulsos eléctricos,
y de los intervalos de
descanso, lo que hace su uso
mas sencillo y preciso; y
por otra, funciona con baterías
recargables, por lo que no
es necesario tenerlo
conectado a la red mientras
funciona, ofreciendo por
tanto mayor seguridad y
posibilidades de utilización
en condiciones de campo.
Se
emplea una sonda rectal, de
plástico o teflón, cuyo
grosor para el gato doméstico
es de 12mm. La sonda lleva
acoplados en su superficie
los electrodos que
transmiten los estímulos,
en nuestro caso de cobre,
con dos posibilidades:
anular o longitudinal. En
gato doméstico , parecen
obtenerse mejores resultados
con el diseño longitudinal,
con tres electrodos
orientados en posición
ventral.
El
macho, anestesiado, se
coloca en decúbito lateral,
de forma que pueda accederse
fácilmente tanto al ano
como al pene. Si hay
presencia de heces en el
recto, se retiran
manualmente. Se lava la zona
perineal con agua tibia, y
se seca perfectamente; a
continuación se lubrifica
la sonda, y se inserta
rectalmente. La profundidad
de la sonda debe perseguir
la ubicación de los
electrodos sobre la posición
esperada de los órganos
accesorios; parecen
obtenerse mejores resultados
variando ligeramente la
profundidad durante el
proceso.
Es
preferible utilizar un régimen
estandarizado de estímulos,
de forma que puedan ser
comparables los resultados
entre distintos machos.
Nosotros utilizamos
tres series de impulsos,
dejando descansar al animal
5-7 minutos entre cada dos
series; cada serie se
compone a su vez de 30 estímulos,
con voltaje creciente; cada
estímulo, consta de un
impulso de
voltaje creciente
durante 1 segundo hasta el
voltaje escogido, 3 segundos
mantenido en ese voltaje, y
reducción brusca a cero,
esperando tres segundos
antes de iniciarse un nuevo
impulso. Se valora si los
estímulos producen el
efecto deseado (lo que
indica que la posición de
la sonda y el voltaje son
adecuados), por la respuesta
de las extremidades
posteriores: se aprecia una
extensión moderadamente rígida
y dirigida lentamente hacia
atrás.
La pauta que seguimos
habitualmente en gato doméstico
(con leves incrementos en el
voltaje en el caso de
animales muy grandes) es 10
x 2v, 10 x 3v, 10 x 4v;
descanso; 10 x 3v, 10 x 4v,
10 x 5v; descanso; 10 x 4v,
10 x 5v, 10 x 6v. Puede
existir o no erección
durante el proceso, sin que
varíe por ello el eyaculado
obtenido.
Mientras
tienen lugar los estímulos,
el esperma es recogido del
pene en un vial estéril de
plástico, previamente
calentado a 37 °C para
evitar que se produzca un
choque térmico, y tras cada
serie se aspiran los restos
de esperma de la punta del
pene con una micropipeta. El
esperma procedente de cada
serie se mantiene
separadamente hasta el final
del proceso, para evitar
mezclar porciones de
diferentes calidades.
Si
el esperma va a ser
utilizado para inseminar, el
animal debe ser testado
frente a FIP/FIV/FeLV,
desechándose esta
posibilidad si resultara
positivo.
VALORACIÓN
DE LA MUESTRA
Tras
cada serie, se valora la
movilidad, el status y el
volumen obtenido. El volumen
se calcula mediante
micropipeta. Una pequeña
gota (3µl aprox) se coloca
en el microscopio para
observación directa, y se
calcula el porcentaje de
espermatozoides móviles
(movilidad), y la calidad
del movimiento que muestran
(status): 0,
si no hay movimiento; 1,
si hay leve movimiento de
lado a lado sin progresión;
2,
si hay movimiento de lado a
lado con ocasional y lenta
progresión; 3,
si hay movimiento de lado a
lado con lenta progresión; 4,
si hay movimientos de
progresión continuos; 5,
si hay movimientos de
progresión rápidos.
Tras
esta valoración, si las
porciones de esperma
obtenidas en cada serie
muestran una calidad
equivalente, se unen,
cuidando que la temperatura
de las tres sea la misma
para evitar choque térmico,
y se hace una nueva valoración
de la movilidad y el status
del conjunto.
Para
el cálculo de la
concentración de
espermatozoides, pueden
emplearse los mismos métodos
que para recuentos de células
sanguíneas. Se calcula:
-
número de
espermatozoides por centímetro
cúbico de esperma;
-
número de
espermatozoides total
en el volumen obtenido;
-
número de
espermatozoides móviles por
centímetro cúbico de
esperma
(según porcentaje
de movilidad hallado).
-
número de
espermatozoides móviles en
el eyaculado (según volumen
y
porcentaje de movilidad).
La
morfología puede estudiarse
incluyendo una pequeña
cantidad de esperma en
glutaraldehido al 1%, o
formol. Pueden emplearse
también extensiones y
tinciones habituales; existe
una tinción específica
(tinción de Pope), que es
la que utilizamos
habitualmente, ya que
permite estudiar simultáneamente
la morfología y la
integridad del acrosoma, ya
que cuando éste se
encuentra íntegro se tiñe,
como el resto del
espermatozoide, de color
azul violáceo, y cuando está
dañado se tiñe de rosa muy
pálido. El estudio morfológico
debe realizarse al menos
sobre 200 células, incluyendo cada una en las categorías
correspondientes: células
normales, células con
anormalidades primarias, y células
con anormalidades
secundarias, existiendo a su
vez dentro de estas dos últimas
categorías diversos grupos.
Las anormalidades
primarias incluyen defectos
como macrocéfalos, microcéfalos,
bicéfalos, acrosomas
anormales o inexistentes,
ausencia de porción
intermedia, cola enroscada,
o biflagelados; las
anormalidades secundarias
incluyen porciones
intermedias dobladas, colas
dobladas, o presencia de
gotas de protoplasma.
Mientras
que las características de
volumen, movilidad y status,
pueden variar con la técnica
de recogida empleada, o a lo
largo de la vida del animal,
dependiendo de factores como
estado de salud, status como
reproductor, época del año,
convivencia con hembras,
etc, las características
morfológicas (proporción
de espermatozoides
anormales, y proporción de
las diferentes categorías)
se consideran específicas
de cada individuo, e
independientes del método
de recogida, debiéndose las
variaciones mas a la
inexactitud del método de
conteo, que a variaciones
reales. Elevadas
proporciones de
espermatozoides anormales
suele atribuirse a elevados
niveles de consanguinidad.
CONSERVACIÓN
DEL ESPERMA PARA UTILIZACIÓN
EN FRESCO
Tras
cada serie de impulsos, se añade
líquido de dilución (Ham’s
F-10 con piruvato, glutamina
y 5% de FCS) a temperatura
de 37°C, y en cantidad
equivalente al volumen de
esperma obtenido, se mezcla
suavemente, y se deja a
temperatura ambiente y
protegido de la luz.
Cuando
se estima que todas las
porciones que se desean unir
han alcanzado la temperatura
ambiente, se mezclan, y se
centrifuga el conjunto a
300g durante 10 minutos; el
sobrenadante (líquido
seminal y medio de dilución)
se deshecha. Se añade
nuevamente líquido de
dilución, a temperatura
ambiente; la cantidad
dependerá del volúmen
final deseado (por ejemplo,
200µl si se desea utilizar
100µl para inseminar en
cada cuerno uterino). El
conjunto se mantiene en
refrigeración hasta un máximo
de cinco días.
Para
obtener una mejor calidad de
la muestra puede, tras
eliminarse el sobrenadante,
dejar caer líquido de
dilución en la parte
superior sin mezclar, e
incubar de 1 a 2 horas; los
espermatozoides móviles
tienden a migrar hacia la
parte superior durante este
tiempo, por lo que el
sobrenadante que resulta
contiene una proporción de
espermatozoides móviles y
morfológicamente normales
mucho mayor que el eyaculado
inicial.
CONGELACIÓN
DEL ESPERMA EN NITRÓGENO LÍQUIDO
El
eyaculado diluido, se
centrifuga a 300g durante 10
minutos, y se elimina el
sobrenadante, y se añade el
medio de congelación, PDV-62
(20% yema de huevo, 11%
lactosa, 4% glicerol, agua
bidestilada, 1.000 UI
penicilinaG/ml, 1.000 mcg
estreptomicina/ml), muy
lentamente; el volúmen de
PDV-62 a añadir se calcula
de forma que la muestra
final tenga entre 50 y 100
millones de
espermatozoides/ml.
Se
mantiene durante 30 minutos
en refrigeración.
Tras
este tiempo, se prepara un
bloque de nieve carbónica,
al que se le realizan
impresiones de 3mm de diámetro
y otros 3 de profundidad
aproximadamente. Con una
pipeta refrigerada, se dejan
caer gotas de muestra de 30µl
aproximadamente en los
orificios. Se espera un mínimo
de 3 minutos, para que las
bolitas se congelen, y se
vuelca el bloque de nieve
carbónica sobre un
recipiente que contenga nitrógeno
líquido, y un criovial
previamente identificado.
Sin que en ningún momento
salgan las bolitas de
muestra del nitrógeno líquido,
se introducen dentro del
criovial, y éste a su vez
se traslada al recipiente de
almacenaje.
Para
conocer realmente la calidad
de la muestra congelada, y
de este modo testar si el
proceso de congelación fue
correcto, se aconseja
descongelar una de las
bolitas para su valoración.
Esto evitará sorpresas
desagradables cuando la
muestra vaya a ser
utilizada, y permitirá
calcular el número de
bolitas que deberán
constituir una dosis
seminal.
DESCONGELACIÓN
DEL ESPERMA
Se
calienta al baño María un
recipiente estéril
conteniendo de 100 a 200µl
de líquido de dilución, y
se introducen en él rápidamente
las bolitas congeladas,
escurriendo antes el nitrógeno
líquido del criovial. El
recipiente se mueve en el baño
María, para que las bolitas
se descongelen con rapidez.
Se
valora la movilidad y el
status, e inmediatamente se
centrifuga a 300g durante 10
minutos para separar el PDV-62.
Se elimina el sobrenadante,
y se resuspende en líquido
de dilución. Se hace un
nuevo recuento de
espermatozoides móviles,
para asegurar que
corresponde con la dosis
seminal deseada.
El
conjunto, se mantiene a 37°C
durante al menos 90 minutos
para capacitación, antes de
su utilización. Se define
la capacitación como el
proceso fisiológico por el
cual un espermatozoide
consigue la habilidad para
fertilizar un óvulo, e
incluye pérdidas o
modificaciones de sustancias
diversas de la superficie
del espermatozoide. En
felinos, no se encuentran
suficientemente estudiadas
las necesidades en este
sentido.
INDUCCIÓN
DEL ESTRO
El
protocolo escogido de
inducción del estro
mediante la administración
de hormonas exógenas en
gato doméstico, consiste en
la administración de 100UI
de PMSG por vía
intramuscular, y 100UI de
HCG 80 horas después; la
inseminación debe
realizarse 42 a 47 horas
tras la inyección de HCG.
Los motivos que nos movieron
a escoger este protocolo
son, por una parte, la
abundante información
existente acerca de su
funcionamiento en diversas
especies de felinos; y, por
otra, como ya se comentó,
la mayor facilidad de empleo
en animales salvajes, al
requerir únicamente dos
inyecciones.
Si
la inducción ha funcionado
de forma correcta, en el
momento de la inseminación
podrá comprobarse la
existencia en ambos ovarios
de cuerpos rojos,
correspondientes a ovocitos
ya liberados, y de folículos
maduros.
La
inducción debe realizarse
durante el anestro, o al
menos en un momento en que
no existan manifestaciones
externas de celo. Si se
trata de hembras
estacionales, puede no
producirse respuesta a la
inducción si ésta se
realiza durante el periodo
en que no hay ciclicidad.
Se
admite, aunque nosotros no
lo hemos comprobado, que
pueden repetirse inducciones
con hormonas exógenas
transcurridos de 4 a 6 meses.
INSEMINACION
EN FELINOS
El
objetivo de la inseminación
es poder obtener una preñez
dirigida en felinos cuando
nos parezca conveniente y
con independencia del macho.
Para
conseguir este fin, primero
hemos tenido que obtener un
buen semen del macho
donante, el semen se puede
utilizar bien fresco,
refrigerado o congelado.
En
segundo lugar tenemos que
tener la hembra dispuesta
para aceptar este semen,
para ello, inducimos el
celo.
Cuando
ya tenemos el semen y la
hembra preparada, debemos de
realizar la tercera fase,
que es la inseminacion
propiamente dicha.
Esta
inseminacion en los
felinos, no podemos
realizarla de la misma forma
que en los caninos, ya que
su comportamiento hormonal y
sexual es diferente.
Las
hembras de felinos son poliéstricas
estacionales, con inducción
de ovulación por la monta
del macho. Esto nos provoca
problemas en la inducción
del celo y en la
inseminacion, dentro de los
cuales, los principales
problemas son determinar el
momento de la ovulación y
por tanto de la inseminación,
y la dilatación
del cervix y la
apertura del cuello uterino
para depositar el
semen.
En
los felinos y especialmente
en los salvajes, el semen
hay que situarlo lo más
cercano al istmo de las
trompas y antes de las 48
horas después de la ovulación
y preferiblemente antes de
24 horas, por lo cual hemos
probado tres técnicas
diferentes: inseminacion por
cateterismo de los cuernos
uterinos vía vaginal;
inseminacion por
minilaparotomía dirigida e
inseminacion por
laparoscopia.
El
tiempo de capacitación de
los espermatozoides en útero
es aproximadamente 1 hora.
En
todos los casos, y debido a
que queremos utilizar estas
técnicas en felinos
salvajes, hemos utilizado
gatas anestesiadas y hemos
considerado siempre
necesario una visualización
de los ovarios para
confirmar la presencia de
cuerpos rojos, que nos
aseguren que la hembra ha
ovulado, y cuantos óvulos
han producido, para saber la
eficacia del método
utilizado de inseminacion.
La
anestesia con ketamina
inhibe o retrasa la ovulación,
utilizamos como preanestésico
midazolan y butorfanol o
metomidina y butorfanol y
como anestésico isofluorano
La
dosis inseminante depende
del semen utilizado y la técnica
de utilización. El semen
utilizado en la mayoría de
los casos, sobre todo en
felinos salvajes será
congelado.
Siempre
deberemos depositar 5-10.106
de espermatozoides en
cada cuerno uterino, si no
obtenemos esta cantidad
debemos de enriquecer el
semen con mas de un
electroeyaculado, hasta
conseguir la cantidad recomendada.
Por
todo ello hemos pensados que
el mejor método seria la
utilización de la
endoscopia, ya que nos
permitiría visualizar los
ovarios y depositar el semen
cerca del istmo para
favorecer la preñez
con el menor traumatismo
posible y menos cuidados
postoperatorios.
Con
dos inseminaciones seguidas,
separadas 24 horas
e induciendo
previamente con 100 UI de
CHG en cada inseminación,
las probabilidades de
fecundación aumentan
considerablemente.
Siguiendo
pautas rutinarias, se
prepara a la gata
para laparoscopia y
exploración del aparato
urogenital, se rasura todo
el abdomen, se desinfecta la
zona abdominal, se anestesia
y se coloca en posición
de
trendelenburg, se
realiza el neumoperitoneo
con aguja de verres, en la
región infraxifoidea a 2 cm
de la línea alba,
levantando la pared
abdominal, con 2 pinzas,
para evitar lesionar las vísceras
abdominales. Se coloca un
trocar
en región umbilical,
también
2 cm lateral a la línea
media, para una óptica de
2.7 ó 4 mm, y se introduce
la óptica hasta la
observación nítida de la
cavidad abdominal.
Los
cuernos uterinos, se
observan debajo de la vejiga
de la orina, que emergen en
forma de "v" y se
dirigen
hacia el ovario
respectivo en las
inmediaciones de los
riñones.
Observamos
cada uno de los ovarios,
para ver anomalías y en
caso de que no existan,
contar los cuerpos rojos, de
cada uno de los cuales se
habrá desprendido un óvulo
que es el que tratamos de
fecundar.
Hasta
este punto las tres técnicas
empleadas son similares, a
partir de aquí, cada técnica
se diferencia
y aporta
nuevos enfoques.
INSEMINACION
CON HISTEROMETRO VIA VAGINAL
Por
medio de un histerometro y
por medio de una sonda
semirrigida, guiados o no
por una óptica se realiza
la apertura del cervix y
dirigiéndonos hacia cada
uno de los cuernos,
depositamos el semen lo mas
cerca del istmo de la trompa
uterina correspondiente, una
vez depositado el semen, se
retira la sonda, el
histerometro, el trocar y la
aguja de verres,
se dan un punto en
cada lesión del trocar y
aguja y damos por terminado
el proceso.
Esta
técnica tiene una
dificultad hasta el momento
insalvable, es la apertura
del cervix y la canalización
de los cuernos uterinos
hasta las respectivas
trompas uterinas
INSEMINACION
VIA LAPAROSCOPICA
Una
vez localizado uno de los
cuernos uterinos,
introducimos una pinza
laparoscópica por medio de
una incisión en piel del
abdomen del lado opuesto al
ovario localizado, o por
medio de un trocar. A través
del monitor se sujeta con
una pinza o un gancho
el cuerno uterino
al nivel de la trompa
y se aproxima a la pared
abdominal del mismo lado,
con un catéter unido a una
jeringa de insulina, con el
semen
preparado, se perfora
la piel y el cuerno uterino
y se deposita el semen en
dicho cuerno, estando
seguros que estamos en la
luz del mismo, se retira la
aguja y la pinza y se
realiza la operación con el
otro cuerno uterino
siguiendo el mismo
procedimiento anterior.
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